在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。
此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。
1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。
胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。
注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。
2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠
灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg
3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。
5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃内。罐入速度要慢。
口服给药是把药物混入饲料或溶于饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，便其自然吞咽。
注射给药剂量准确、作用快，是动物实验中常用的给药方法，给药时应注意针头的选择 (鼠类：4～5号 ，兔、猫、犬、猪、猴：6～8号)。
注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩肿间、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮下注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。以小白鼠为例，将小白鼠放在笼盒盖上，用左手小指和无名指捏住鼠尾，轻轻向后拉，用拇指和食指捏起背部皮肤，再用右手持注射器，右手将注射器的针头水平刺入背部皮下。针头可用5号针头。推送药液使注射部位隆起。拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。
注射量：大鼠为 1ml/100g、小鼠为 0.1～0.3ml/10g。
鸟类皮下注射通常选取翼下部位，可注射0.3ml～0.5ml药液。鸽类皮肤弹性差，注射液有时从针口流出。
固定动物的方法和注射部位与皮下相同。将注射部位脱毛、消毒，用左手拇指和食指压住皮肤并便之绷紧，在两指之间，用皮试针头紧贴皮肤表层刺入皮内，然后向上挑起并再稍刺入，当针头不能左右摆动时，即表明针头在皮内，回抽无回流后，即可缓慢注射，皮肤表面出现白色桔皮样隆起，若隆起可维持一定时间，则证明药液确实注射在皮内。注射量：小鼠为 0.1ml/次/穿刺部位。
肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬、猴等大型动物选臂部注射。注射时针头宜垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。
小鼠：可二人合作，一人一手抓住小鼠头部皮肤，另一手抓住尾巴。另一人取连有4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。注射量：不超过0.1ml。
也可一人操作，方法是左手单手控制小鼠，并见将小鼠右脚趾拉放于左侧面，用左手无名指压住。将针头刺入右腿外侧肌肉。
家兔：将家兔用小动物手术台固定，注射部位可选择大腿肌肉。例如家兔股四头肌注射法：在家兔腿部两侧四头肌部位皮肤，用2%碘酒消毒，再用75%酒精擦去碘质，分别在股四头肌部位注射药液1 ml和 2 ml，作药物局部刺激性实验。
鸟类：禽鸟类肌肉注射常选取胸肌或腓肠肌肌肉注射，方法同大、小鼠。
给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，便腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量便动物头处于低位，便内脏移向上腹，右手持连有5号针头的注射器从下腹两侧向头部方向刺入，控制针头与腹部的角度不宜太小，否则易误入皮下。针头亦不宜刺入太深或太近上腹部，以避免损伤内脏。将注射器沿45°角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
兔、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，便其腹部朝上，实验者即可进行操作。其位置:家兔下腹部近腹中线左右两侧 lcm处，犬脐后腹中线两侧边 1～2cm处进行腹腔注射。
1． 小鼠：常采用尾静脉注射。注射时，先将小鼠固定在暴露尾部的固定器内，尾
部用40℃的温水浸润几分钟或用 75％ 酒精棉球反复擦拭使血管扩张充血。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠尾，右手持带有4号针头的注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾巴近末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头己进入静脉。注射量为 0.05～0.2ml/10g
2． 大鼠: 将小鼠固定在暴露尾部的固定器内，露出尾巴，用10 ml试管盛45℃～50
℃的温水浸润1～2分钟或用 75％ 酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化，可明显见到三根暗红色的尾静脉。选择较明显的一条，在尾下1/4处，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠尾，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度（小于30度）进针，刺入，针头在尾静脉内平行推进少许，左手的三指捏住尾巴，并连针头和鼠尾一起捏住，以防大鼠活动将针头脱出。注入药液，如无阻力，表示针头己进入静脉。注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。
注意：大小鼠尾静脉注射部位应尽量选在鼠尾下1/3处，此处皮薄，血管较易注入，常用鼠尾左右两侧两根尾静脉，因其位置较固定，容易注入。背侧尾静脉由于其位置容易动，固一般少用。腹侧面是动脉，不采用作静脉注射。
将大鼠用40mg/kg戊巴比妥钠腹腔注射法麻醉，用鼠板固定大鼠，当大鼠进入麻醉状态后，用止血钳将大鼠舌头稍微拉出，露出舌下正中小静脉，用左手持止血钳固定舌尖部，右手持连有4号针头的注射器，在舌下静脉近中部向舌头基底部方向进针，刺入舌下静脉血管，使针头与血管平行。慢慢向前推进，当进针顺利时，表示针头已进入舌下静脉，可以慢慢推注药液。注射完毕将针头抽出，用干棉球压迫注射部位止血。
3． 家兔:一般采用耳缘静脉注射。注射时先将家兔用固定盒固定，拔去注射部位的
毛，用酒精棉球涂擦耳缘静脉，并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳，使静脉充血，再涂上一薄层凡士林，此时可清楚见到充血的耳缘静脉，然后用左手拇指和食指压住耳根端，待静脉显著充盈后，右手取连有4 1/2号针头的注射器，针头从靠近耳尖部刺入静脉，顺血管平行方向深入1cm，放松对耳根处血管的压迫，左手拇指和食指，移至针头刺入部位，将针头和兔耳固定，然后向外略抽一下注射器，如有血液回流，即可注入药液。或当针头插入血管后不必回抽，针头在血管推进顺利，捎推注射液，即能自然注入，皮下不起液泡，即证实药液注进血管。注射后，拔出针头，用纱布或脱脂棉压迫止血。
注意：（1）如注射处组织变白，变厚，或注射时推注阻力大，表示针头未插入血管，应
拔出针头重插。兔耳中间的是动脉，兔耳内缘的静脉因毛多皮厚，故不宜作静脉注射用。（2）注射针头的号码代表针头内径的粗细。注射部位的组织坚韧宜用粗针头，以免弯曲、折断；如组织柔嫩或血管细小，宜用细针头，以免损伤组织。
小隐静脉在后肢胫部下1/3的外侧面浅表皮下，由前侧向后走向。将狗固定侧卧，把注射部位毛剪去，先用碘酒，后用酒精擦抹消毒皮肤。助手用手紧握股部，压迫血管，使静脉不回流，此时可见到充血的小隐静脉，右手持连有5 1/2号或5号的注射器，将针头向血管旁皮下先刺入，而后与血管平行刺入静脉。如进针顺利，回抽针栓有回血，放松对静脉近端的压迫，将针头顺血管再刺进稍许。然后一手固定针头，一手将药液缓缓注入静脉。注意要很好固定静脉，因为静脉只隔一层皮肤，浅而易滑动，注射时针头不可刺入过深，方向一定要与血管平行。
前肢内侧头静脉在前肢内侧面皮下，靠前肢内侧外缘走向，比后肢外侧小隐静脉还粗一些，而血管比较容易固定。因此常用作静脉注射及取血用。注射方法与前述后肢外侧小隐静脉注射法相同。
此法较方便有效，用于补注麻醉药或紧急注射药物等用。注射前将麻醉的狗嘴打开，用舌钳 包着纱布把舌头拉出，并翻向背侧，即可见到清楚的舌下小静脉，可找一根较粗的作静脉注射用。将舌头尽量拉出，左手拇指压迫舌下静脉根部，见到充血舌下静脉，用连4号针头的注射器与血管平行插进静脉、回血，推进药液。注射完毕将针头抽出，立即用干棉球压迫止血，或用止血粉止血。因舌下小静脉周围都是软组织，且血管分布很丰富，故应选择4 1/2号以下的细号针头，注射完毕要及时有效止血。
5．豚鼠:可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。
6． 猴:猴常在后肢小隐静脉、皮下静脉或股静脉注射，注射方法与犬静脉注射法基本相
取蟾蜍一只，一手抓住蟾蜍身体，固定四肢，使腹部朝上；另一手持（4～7号针头）将针头插入口腔，通过下颌肌肉而刺入，注射药液后拨出针头，由于下颌肌内收缩使针孔闭合，可避免药液漏出。注射量每只0.25～1.Oml。
除上述较常用的给药途径外，还有其他一些给药方法，如呼吸道给药、皮肤给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等等。
1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉,给动物吸入一定量的氨气，二氧化碳等观察呼吸，循环等的变化；给动物定期吸入一定量的SO2。用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。
2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。
3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。
家兔椎管内注射方法：将家兔作自然俯卧式，尽量使其尾向腹侧屈曲，用剪毛剪将第七腰椎周围被毛剪去，用3％碘酊消毒，而后用75％酒精将碘酊擦去。在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸到第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨之间），插入腰椎穿刺针头。当针到达椎管内时（蛛网膜下腔），可见到兔的后肢跳动，即证明穿刺针头已进入椎管。这是不要再向下刺，以免损伤脊髓。固定好针头，即可将药物注入。
4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。
5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。
6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。
（1）小鼠：注射前小鼠应先麻醉。因前脚需用以取食，故仅能用后脚掌。针头刺入约5mm，即可推液，最大量为0.25ml。如果使用福氏完全佐剂，注入脚掌后，可使足掌部形成严重肿胀、溃疡及坏死，动物行动困难，因此，若非实验必须，最好不要使用。其它试剂虽然不致引起如此强烈的反应，最好仅用一只后脚掌。
（2）豚鼠：由助手固定好动物，使后脚掌面向操作者。用棉签沾水将脚掌洗净，特别是脚趾之间，再用酒精棉消毒。其它同小鼠。针头刺入约5mm即可推液。最大量为0.25ml。
